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Mobilização de Reservas

MOBILIZAÇÃO DE RESERVAS

A mobilização de compostos de reservas pode-se abordada do ponto de vista agronômico-biotecnológico, cujo objetivo é abordar os aspectos relevantes para aplicações tecnológicas em nossa economia, tais como a produção e a melhoria da qualidade de alimentos ou ainda a obtenção de sementes de espécies atraves do melhoramento genético. Outra abordagem possível é aquela sob um ponto de vista biológico, em que tentamos compreender aspectos ecológicos, fisiológicos, celulares e bioquímicos dos diferentes processos de mobilização de reservas de sementes com o objetivo final de entender como a evolução moldou as diversas estratégias de adaptação das plantas ao seu ambiente natural.

De acordo com a mobilização de reservas, crescimento e desenvolvimento do embrião as sementes podem ser divididas em três classes:

  1. a) Imaturo-eutróficas:

Nesse tipo de semente o embrião é indiferenciado e se desenvolve à medida que as reservas são mobilizadas, o que ocorre de maneira lenta e localizada, fenômeno chamado pós-maturação. A principal reserva é o manano, polissacarídeo de parede celular. Pode-se pensar, nesse caso, que uma parte do processo de maturação foi transferido para o período germinativo. Ex: sementes de Palmae (Phoenix dactylifera).

  1. b) Maturo-eutróficas:

O embrião se apresenta com estruturas radicular rudimentar (radícula) e foliar (plúmula) pré-formada. Durante o desenvolvimento da plântula o alongamento da radícula e a expansão das folhas são sustentados pela mobilização de reservas, que, no caso das dicotiledôneas, podem ser armazenadas em estruturas especiais como o endosperma, o perisperma ou os cotilédones, que são folhas especialmente adaptadas para armazenar reservas. A maioria das espécies possuem sementes desse tipo. Ex: soja, feijão e arroz.

  1. c) Maturo-oligotróficas:

Possuem relativamente pouca reserva de carbono para o desenvolvimento da plântula. O embrião se encontra em um estágio proporcionalmente mais desenvolvido, e os cotilédones são mais parecidos com folhas, apresentando-se verdes, expandindo-se e iniciando rapidamente a fotossíntese com o desenvolvimento. Geralmente estas sementes não resistem ao dessecamento e têm baixa longevidade. Elas têm que germinar, e seus cotilédones devem estabelecer a fotossíntese rapidamente, de forma que a principal fonte de carbono e energia vem, em última análise, do processo fotossintético. Possuem reservas de proteínas e fitina para lhes fornecer nitrogênio e sais minerais. Ex: pau-brasil, ingá.

            MOBILIZAÇÃO DE OLIGOSSACARÍDEOS DA SÉRIE RAFINÓSICA

Durante a germinação, os oligossacarídeos da serie rafinose (ORP) são hidrolisados a sacarose pela ação de α-galactosidase. A D-galactose livre resultante é rapidamente convertido em D-galactose-1-fosfato pela galactoquinase e ainda metabolizado, quer pela rota convencional de Leloir envolvendo UDP-D-glicose-hexose-1-fosfato uridiltransferase, ou uma rota pirofosforilase envolvendo UDP-D galactose pirofosforilase (Main et al., 1983).

As α-galactosidases são proteínas pré-existentes, com massas moleculares entre cerca de 29 e 209 kDa e foram isoladas de sementes de diversas espécies. Geralmente, hidrolisam ORP inferiores, especialmente rafinose, mais rápido do que os homólogos superiores, contudo existem controvérsias. Exibem uma ampla especificidade de substrato e são ativas em uma escala de oligo e polissacarídeos, incluindo galactomanano e glicoconjugados, sugerindo que a hidrólise de ORP não é a sua única função metabólica. São depositadas em vacúolos de armazenamento de proteína (corpos de proteína, complexo de Golgi e parede celular (Peterbauer & Richter, 2001).

Após a embebição, os ORP desaparecem rapidamente e sua degradação pode ser quase concluída antes radícula (Modi et al., 2000; Tine et al., 2000; Blöchl et al., 2007). No entanto, a germinação de sementes que não contêm pouco ou ORP (por exemplo, após a maturação artificial) não difere daquele de sementes que contenham altos níveis ORP. Assim, parece que ORP não são uma reserva de armazenamento indispensável para a germinação (Peterbauer & Richter, 2001).

Uma correlação entre a degradação dos ORP e α-galactosidase foi observada somente no endosperma, que contém tanto ORP como galactomanano, e não no embrião, que é desprovida do segundo. Assim, é sugerido que α-galactosidase sintetizada de novo estão envolvidas na degradação do galactomanano, enquanto que as pré-existentes parecem ser responsável pela hidrólise dos ORP (Peterbauer & Richter, 2001).

            CONTROLE DA MOBILIZAÇÃO DOS ORP

O mecanismo que desencadeia a desagregação das ORP é desconhecida. A acidificação dos vacúolos de armazenamento de proteínas poderia ativar as α-galactosidase dentro dessas organelas. Alternativamente, a liberação das α-galactosidase de vacúolos de proteínas de armazenamento poderia ser responsável pela degradação da maior parte das ORP localizado no citoplasma (Peterbauer & Richter, 2001).

 

MOBILIZAÇÃO DE AMIDO

A hidrólise do amido se dá pela atuação de duas vias, a fosforolítica e a amilolítica. As enzimas necessárias para o funcionamento dos dois processos foram encontrados nos cotilédones e no eixo embrionário, com exceção da α-amilase, que está localizada apenas nos cotilédones. A via fosforolítica ocorre antes da amilolítica, uma vez que apresenta economia de energia para a célula, não havendo gasto de ATP inicialmente como no caso da via amilolítica.

  1. a) Via fosforolítica

Durante o início da germinação a quantidade de β-amilase é muito pequena para hidrolisar o amido nas sementes e a α-amilase ainda não é existente neste primeiro momento. Entretanto, o amido precisa ser hidrolisado, entrando em ação a via fosforolítica, pois a fosforilase é pré-existente na semente.

A fosforilase inicia a hidrolise do amido e sua ação é semelhante a da β-amilase. É uma exoglucanase que degrada o amido a partir dos terminais não redutores, promovendo a junção de Pi e a liberação de glucose-1-fosfato (G-1-P) (Tabela 1). Essa é uma enzima “fosforolitica”, e a reação pode ser reversível in vitro. Apesar dessa possível reversibilidade catalítica tende a ser a mais relevante, pois, dentro dos plastídeos, a concentração de Pi (H2PO4) tende a ser 100 vezes maior do que a concentração de G-1-P, o que força a reação no sentido da degradação do amido. Assim como ocorre com as amilases, a amido fosforilase apresenta grande afinidade pelos polímeros de amilose, mas também não é capaz de quebrar as ligações α-(1,6) das amilopectinas.

Tabela 1 Resumo da via fosforolítica de hidrólise do amido, enfocando as principais enzimas envolvidas no processo.

Enzima Reação catalisada Forma de síntese Local
Fosforilase Amido + Pi ® glicose 1- P pré-existente
UDPG pirofosfatase glicose-1P + UTP ® UDP-glicose + PPi
Sacarose sintetase UDP-glicose + frutose 6P ® sacarose-6P + UDP
Fosfatase sacarose-6P ® sacarose + Pi
Invertase sacarose ® glicose + frutose embrião

À medida que a glicose-1P é produzida reage com o Trifosfato de Uridina (UTP), que vai produzir UDP-glicose + pirofosfato (PPi), pela ação da UDPG pirofosfatase.

Em seguida, a sacarose sintetase catalisa as reações que produz sacarose-6P + UDP, a partir da UDPG + frutose 6P.

Pela ação de uma fosfatase, sacarose-6P é desfosforilada produzindo sacarose + fosfato inorgânico.

A invertase promove a hidrólise da sacarose produzindo glicose e frutose.

Esta via é importante porque há formação de PPi (pirofosfato) e é uma via de economia de energia, pois a energia armazenada no amido não é perdida como ocorre na via amilolítica.

  1. b) Via Amilolítica

A α-amilase hidrolisa ao acaso as ligações α-1,4 da amilose e da amilopectina, produzindo uma mistura de maltose e glicose. Esta enzima é sintetizada “de novo” durante a germinação, quando então se acumula. Sua atividade é desprezível nos estágios iniciais de germinação, aumentando rapidamente até 80 vezes mais que atividade da fosforilase na quebra do amido e depois diminui.

Tabela 2 Resumo da via amilolítica de hidrólise do amido, enfocando as principais enzimas envolvidas no processo.

Enzima Reação catalisada Local Forma de síntese
α-amilase e β-amilase Amilose ® glicose + maltose Escutelo e camada de aleurona Somente a α-amilase não é pré-existente
α-amilase e β-amilase Amilopectina ® glicose + maltose + dextrina
α-1,6 glicosidade ou α-amilase Dextrina ® glicose + maltose α-1,6 glicosidade na camada de aleurona
Maltase Maltose ® glicose + glicose camada de aleurona

Em sementes de cereais, a camada de aleurona secreta a maior parte da α-amilase produzidas em sementes a partir da germinação. O escutelo também pode produzir a α-amilase. A produção de α-amilase a partir de materiais de reserva está associada com o efeito indutivo das giberelinas. Isto é, os embriões de sementes embebidos secretam ácido giberélico no endosperma, o hormônio então se funde para as células da aleurona, lá é ativada a síntese e secreção das enzimas de degradação.

A atividade da α – amilase depende da presença do embrião, caso o embrião seja removido a atividade da α – amilase decai rapidamente. Os hormônios também podem controlar os níveis de cálcio no local onde ele é requerido para produção e secreção da maioria dos componentes de α – amilase pela aleurona da cevada e tecidos de escutelo de arroz. Como exemplo, observado numa semente de cevada (depois da fecundação), o nível de α – amilase vai subindo, depois que a planta vai amadurecendo, a α – amilase vai decrescendo até desaparecer. Depois que a semente seca, com a embebição, volta a germinar, o teor de α – amilase aparece novamente. É um processo de regulação

A β- amilase ataca a extremidade não redutora da amilose dando sucessivas unidades de maltose. A amilopectina também pode ser atacada por α e β amilase, mas as ligações α-1,4 e α-1,6 próximas da ramificação da amilopectina não são hidrolisadas por essas enzimas. Desse modo, o núcleo condensado altamente ramificado obtido da amilopectina original denominado dextrina limite é o produto dessas enzimas. É uma enzima “pré-existente”. Ela está presente provavelmente na semente seca em uma forma inativa e somente é ativada (logo após) com a embebição (hidrólise). A amilose é completamente hidrolisada à maltose e a amilopectina, sendo transformada a dextrinas α – 1,4 e α – 1,6 e maltose. A cisteína regula a atividade da β – amilase.

Uma outra enzima desramificadora, a α-1,6-glucosidase pode hidrolisar, que hidrolisa as ligações α- 1,6 que a α e β-amilase não conseguem hidrolisar, dando como produtos a maltose e iso-maltose. É uma enzima “pré-existente”. Se tiver α – amilase pode aparecer glicose. Após quebrar as ligações α-1,6, possibilita a ação das amilases, permitindo a hidrólise total da amilopectina. É encontrado em extrato de batatinha e provavelmente está presente em outros tecidos de reserva.

A maltase digerem os resíduos da maltose havendo dois tipos: a α – 1,4 glucosidase que hidrolisa a maltose e a α – 1,6 – glucosidase que hidrolisa a iso – maltose. Sua atividade coincide com a da α – amilase, indicando um papel cooperativo.

OBS: As enzimas da via amilolítica solubilizam o amido usando a molécula de H2O, desta forma perde-se a ligação rica em energia – a ligação glicosídica.

Entre as duas vias de degradação do amido, a ocorrência da via fosforolítica é anterior a amilolítica e isso trás vantagens para a germinação. A fosforilase é pré-existente e sua atividade aparece logo após a embebição não precisando de energia (ATP) para quebra do amido. Apesar disso, estudos sugeriram que a via predominante é a amilolítica. O aumento da atividade de amilase foi coincidente com o máximo de degradação do amido, enquanto que o máximo da atividade da fosforilase ocorreu praticamente quando não havia hidrólise do amido.

            CONTROLE DA MOBILIZAÇÃO DO AMIDO

As reservas amiláceas estão presentes principalmente no endosperma das sementes. As α-amilases com algumas poucas exceções, não estão presentes nas sementes dormentes e quiescentes de cereais. Desse modo, é necessário que essas enzimas sejam sintetizadas de novo em tecidos por células vivas e secretadas para o endosperma durante a germinação. Entre os tecidos que desempenham tal função, destacam-se o escutelo e a camada de aleurona. A indução da síntese de novo nesses tecidos está relacionada, principalmente, com a disponibilidade de ácido giberélico (GA). Esse hormônio é produzido pelo eixo embrionário e difundido até o escutelo e a camada de aleurona, onde atua como um ativador primário na cascata de sinais, que culmina com a indução de um fator de transcrição e a expressão gênica das enzimas amilolíticas (Buckeridge et al., 2004; Sreenivasulu et al., 2008).

O ácido abscísico (ABA) também tem sido demonstrado como um importante fator no controle da síntese de novo de α-amilase, sendo capaz de inibir os efeitos de GA no nível de transcrição gênica. Além disso, o ABA pode afetar a estabilidade dos mRNAs de α-amilase e, conseqüentemente, reduzir a produção da enzima Buckeridge et al., 2004).

Outro ponto de controle na degradação do amido é a secreção das enzimas dos tecidos vivos adjacentes para o endosperma. Estudos mostraram que a α-amilase e outras enzimas são primeiro secretadas por vesículas do complexo de Golgi, liberando as enzimas para fora das células (apoplasto) da camada de aleurona ou escutelo. Uma vez formadas no apoplasto as enzimas são conduzidas até os grânulos de amido, no endosperma, pela ação conjunta de proteases e β-glucanases, as quais irão abrir caminhos degradando paredes celulares, membranas e complexos protéicos. Durante esta etapa de secreção, a disponibilidade de cálcio torna-se importante, pois pode proporcionar uma regulação diferencial na produção de isoenzimas de α-amilase, no transporte intracelular e na liberação dessas enzimas no endosperma (Buckeridge et al., 2004).

Ao contrário das demais enzimas a β-amilase pré-formada encontra-se depositada nos tecidos dormentes das sementes, nas formas livre e ligada (ou latente) às reservas protéicas. As formas livres são ativas e podem ser importantes nas primeiras etapas do processo de degradação do amido, enquanto as formas ligadas de β-amilase necessitam da ação de enzimas proteolíticas (proteases) para tornarem-se ativas. As demais enzimas desramificadoras além da pulalanase e as α-glucosidases são sintetizadas de novo e secretadas, principalmente na camada de aleurona em conjunto com a α-amilase e em resposta à disponibilidade de giberelinas (GAs) (Buckeridge et al., 2004).

Em gramíneas as reservas de endosperma estão depositadas em células mortas, exigindo portanto, a colaboração de tecidos adjacentes para que a mobilização das reservas de amido possa ocorrer. O processo de degradação do amido no endosperma de cereais e um dos mais conhecidos do ponto de vista bioquímico e molecular. Entretanto, esse sistema não serve como modelo para o mesmo processo em tecidos vivos, tal como ocorre em cotilédones de dicotiledôneas. Nos cotilédones a degradação das reservas também se apresenta como um processo ordenado espacialmente, sendo que no inicio tende a ser sempre nas células próximas aos feixes vasculares.

A figura abaixo demonstra de forma simplificada a ação do ácido giberélico após a embebição da semente de cereais, seguido da ativação e “síntese de novo” das principais enzimas envolvidas na degradação das reservas da semente.

Figura 3 Papel do ácido giberélico (GA) na mobilização das reservas de carboidratos durante a germinação de sementes de cereais. A quebra do amido no endosperma de monocotiledôneas é induzida pela secreção de giberelinas pelo embrião (1), a qual ativa a expressão da α-amilase na camada de aleurona. A α-amilase é secretada no endosperma. A giberelina também promove a expressão de uma protease (2), que é secretada pela camada de aleurona e ativa a β-amilase com a clivagem de um propeptídeo de uma forma inativa da enzima hidrolítica do amido (3). Juntamente com a enzima desrramificadora do amido (não mostrada), α-amilase e a β-amilase proteoliticamente ativada hidrolisa o amido para formar glicose, que é exportada do endosperma para suprir o embrião em desenvolvimento através do escutelo (4). Fonte: Buchanan et al. (2000).

Durante a degradação do amido, ainda pode ocorrer a regulação enzimática pelo acúmulo do produto final, como a maltose e/ou a glicose. As α-glucosidases são consideradas enzimas de “ativação” ou de ação sinérgica com as amilases, pois podem tanto degradar a maltose como atacar diretamente os grânulos nativos de amido (Buckeridge et al., 2004).

É possível que os sistemas presentes em mono e dicotiledôneas difiram principalmente no acoplamento com o metabolismo de sacarose. Enquanto, nos cereais, a função de degradar reservas de amido foi transferida exclusivamente para o endosperma, que não é vivo, nas dicotiledôneas, representadas principalmente por leguminosas, o sistema de mobilização de amido permaneceu acoplado ao metabolismo de sacarose e, evolutivamente, mais próximo ao que se ocorre em folhas (Buckeridge et al., 2004; Smith et al., 2005).

No metabolismo de amido em cotilédones, há uma tendência de acúmulo de glicose-1-P ou trioses-P, como produtos finais da degradação. Isso salienta a atividade da enzima amido fosforilase na degradação do amido nesses tecidos, em relação às hidrolases, como no endosperma de cereais. Entretanto tem-se observado a necessidade da ação conjunta de uma α-amilase para que possa ocorrer a degradação completa pela enzima amido fosforilase (Buckeridge et al., 2004).

            MOBILIZAÇÃO DE POLISSACARÍDEOS DE RESERVA DE PAREDE CELULAR

Os polissacarídeos de reserva de parede celular (PRPC) são classificados em três grupos distintos: os mananos, os xiloglucanos e os (arabino) galactanos (Buckeridge et al., 2000).

MANANOS

Nas sementes de Phoenix dactylifera, um pequeno “embrião” de forma cônica se desenvolve lentamente. Seu cotilédone é transformado em um haustório, o qual absorve os produtos de degradação das reservas do endosperma durante a germinação. Nessas sementes, uma endo-β-mananase e uma β-manosidase foram detectadas na zona de dissolução próxima ao haustório. As enzimas são produzidas no endosperma, mas suas células necessitam de um sinal proveniente deste.

Mananos já foram detectados em sementes de espécies como pimenta, aipo, tomate, alface e café, sendo que, em todas elas, foi observada a presença de atividade de endo-β-mananase como enzima de degradação. Essas espécies apresentam endospermas menos espessos em relação às palmeiras, e essa presença tem sido correlacionada com a restrição mecânica para a protrusão da radícula. Na maioria dos casos, a degradação do manano pode ser induzida por ácido giberélico, que promove a germinação, e, em alguns, inibida por ácido abscísico.

GALACTOMANANOS

Nas sementes de T. foenum-graecum e C. tetragonolobus, as células endospérmicas não são vivas, sendo que, durante a maturação, o citoplasma é reduzido em função da deposição maciça do galactomanano nas paredes celulares. Essas sementes apresentam uma camada de aleurona, a qual acredita-se ser responsável pela produção das enzimas hidroliticas que promovem a degradação dos polissacarídeos de reserva da parede celular durante a germinação. Por outro lado, em sementes de Ceratonia siliqua, as células endospérmicas são vivas, e o galactomanano pode ser visto como um espessamento da parede. Nesse caso, não há uma distinção clara entre o endosperma e a camada de aleurona, e as enzimas são provavelmente produzidas e liberadas dentro da parede celular pelas próprias células endospérmicas.

A mobilização de galactomananos foi estudada em outras espécies de leguminosas, sendo detectada a presença de três enzimas hidrolíticas (α-galactosidase, endo-β-mananase e manosidase), confirmando que a mobilização do galactomanano ocorre por meio da hidrólise. Em todos os casos estudados, o polissacarídeo é degradado até seus monossacarídeos constituintes (manose e galactose) ao mesmo tempo em que há produção de sacarose (Figura 2). Aparentemente, a sacarose é o açúcar de transporte que levará os produtos da mobilização da reserva até o embrião em crescimento.

Figura 2 Rotas bioquímicas envolvidas na mobilização do galactomanano. Quando uma camada de aleurona não estiver presente, é provável que as hidrolases são produzidas dentro de cada célula do endosperma e secretadas para fora da parede celular, onde a mesma reação ocorre. Legenda: man- manose; gal- galactose; SPS- sacarose fosfato sintase; man-6-P- manose-6-fosfato; fru-6-P- frutose-6-fosfato; UDP-gal- uridina difosfato galactose; Suc-6-P- sacarose-6-fosfato. Fonte: Buckeridge et al. (2000).

Paralelamente à degradação de galactomanano no endosperma, o amido é produzido transitoriamente nos cotilédones (Figura 2). Estudos sobre o destino dos produtos da mobilização do galactomanano de C. tetraqonolobus revelaram a presença de atividade das enzimas fosfomanoisomerase e fosfoglucoisomerase, que seriam responsáveis pela epimerização da manose em glucose; esta seria usada na síntese de sacarose no endosperma. O fornecimento de manose e galactose marcadas radiativamente a embriões de C teragonolobus em crescimento demonstrou que os produtos da mobilização do galactomanano são usados em vários processos bioquímicos durante o crescimento da plântula.

Em todas as espécies de leguminosas estudadas, a mobilização do galactomanano inicia após a germinação (protrusão da radícula). Foi demonstrado que, em endospermas de sementes de Trigonella foenum-graecum e Ceratonia siliqua, as enzimas endo-β-mananase, para a primeira espécie, e α-galactosidase, para ambas as espécies, são sintetizadas de novo. Esses fatos levaram à sugestão de que a mobilização é induzida durante ou após a germinação por algum fator.

Até o momento, as poucas tentativas de induzir a degradação de galactomananos em Leguminosae utilizando ácido giberélico falharam, o que sugere que os sistemas das leguminosas têm um controle metabólico diferente quando comparados com as sementes que armazenam mananos. Por outro lado, o ácido jasmônico e seu precursor, o ácido linolênico, são capazes de inibir a degradação do galactomanano em C. siliqua e T. foenum-graecum.

O ácido abscísico é um potente inibidor da degradação do galactomanano em T. Foenum-graecum, C. siliqua e Sesbania marginata. É possível especular que o ABA tenha um papel geral (em leguminosas e não-leguminosas) como um modulador das interações bioquímicas e fisiológicas entre o endosperma e o embrião durante a germinação e o crescimento inicial da plântula. A presença do ABA inibe a degradação do galactomanano, e somente quando o hormônio é degradado e metabolizado a transferência de carbono e energia entre os órgãos pode ser iniciada.

XILOGLUCANO

A função de reserva dos xiloglucanos em cotilédones foi demonstrada de forma circunstancial em sementes de Tropaeolum majus (capuchinho), Tamarindus indica (tamarindo), Copaifera langsdorffii (copaiba) e Hymenaea courbaril (jatobá), nas quais a mobilização de xiloglucano in vivo foi acompanhada pelo incremento e pela queda da atividade de quatro hidrolases: β-galactosidase, endo-β-(l-4)-glucanase (ou xiloglucano endo transglicosilase – XET) α-xilosidase e β-glucosidase (Figura 3).

Figura 3 Representação esquemática de degradação do xiloglucano de sementes. Uma seqüência de XLXGXLLGXXXGXXLG é usado como um exemplo de um segmento de um polímero de xiloglucano com a não-redução final para a esquerda. O primeiro ataque é feito por xiloglucano-endo-β-transglicosilase (XET) e β-galactosidase (β-gal de capuchinha apenas). Os oligossacarídeos produzidos pela ação endo são atacados por β-galactosidase (Nβ-gal, nasturtium β-galactosidase; Cβ-gal, Copaifera β-galactosidase, sendo que este último poder atacar oligossacarídeos apenas em determinadas posições (galactose no final redutores) ). α-xilosidase e β-glicosidase realizar hidrólise suplentes de cargos no terminal não redutor final. (*) Em leguminosas (Copaifera langsdorffii e Hymenaea courbaril), após uma rodada de ação destas duas enzimas, galactose estará perto do fim redutores novamente. β-galactosidase pode agora agir no XLG oligossacarídeos, liberando assim galactose e permitindo a continuidade da ação das outras duas exo-glicosidases. Nestas duas espécies, galactose recuperados de oligossacarídeos são possivelmente limitando a degradação, uma vez que têm um pH ótimo de 3,2, enquanto as outras enzimas têm uma otima em pH 4,5. Fonte: Buckeridge et al. (2000).

A XET e a β-galactosidase são as únicas enzimas capazes de atacar o polímero. Sob baixas concentrações de oligossacarídeos de xiloglucano (receptores), a atividade hidrolítica da XET predomina. Assim, quando em contato com xiloglucano de alto peso molecular, essa atividade hidrolítica produz oligossacarídeos que são prontamente atacados pelas exoglicosidades (α-xilosidase e β-glucosidase), reduzindo o polímero aos seus monossacarídeos constituintes.

Em sementes de duas populações diferentes de copaíba, originárias de Mata Atlântica e Cerrado, não foram encontradas diferenças significativas na velocidade de mobilização de xiloglucano entre as duas populações. Em todas as espécies estudadas, observou-se que o xiloglucano é mobilizado após a germinação e, ao mesmo tempo, há a produção de frutose, glucose e sacarose.

De forma similar ao amido, o controle da mobilização também pode ser feito no nível da bioquímica da degradação. Em jatobá e copaíba, a β-galactosidase do sistema tem pH ótimo em 3,2, enquanto as demais hidrolases de xiloglucano são ativas em pH 4,5. Essas enzimas são um importante ponto de controle do metabolismo de xiloglucanos, pois, em todos os estudos efetuados, nenhuma β-galactosidase livre de atividade de endoglucanase apresentou atividade sobre o polímero, hidrolisando apenas os oligossacarídeos.

Assim, o controle da desmontagem do xiloglucano na parede é exercido por mudanças no pH da parede e com base na diferença de pH ótimo das enzimas. Quanto ao nível hormonal, o controle da mobilização de xiloglucano em cotilédones é feito por auxinas. Os cotilédones tornam-se receptivos ao hormônio somente dentro de um certo período, sendo provável que a auxina module as relações entre o crescimento da plântula e a mobilização das reservas dos cotilédones. Em jatobá, a mobilização do xiloglucano está sob o controle da auxina produzida na parte aérea da plântula em desenvolvimento. A mobilização nos cotilédones ocorre predominantemente à noite, pois, durante o dia, a principal fonte de carbono e proveniente da fotossíntese das folhas em expansão.

GALACTANOS

Em cotilédones de Lupinus angustifolius, antes da germinação, o material de parede dos cotilédones é rico em unidades de galactose (71%) e arabinose (20%), sendo o restante composto por pequenas quantidades de glucose, ácido urônico e ramnose. Após a germinação, a maior parte da galactose e da arabinose é removida da parede, deixando um material residual enriquecido em ramnose, ácido urônico e glucose.

Duas enzimas parecem ser as responsáveis pela degradação dos galactanos: α-arabinosidases e três β-galactosidases (Figura 4). Essas enzimas aumentam sua atividade após a germinação, e estão associadas com a mobilização de reservas, mas há também a possibilidade de que o galactano esteja envolvido no controle da expansão celular. A exogalactanase é uma enzima chave na mobilização de polissacarídeos de reserva de parede em cotilédones de L. angustifaolius após a germinação. Ela possui alta especificidade para β-(l-4)-galactanos, o componente estrutural dominante nas paredes de reserva. A atividade de galactanase acompanha a mobilização das reservas de polissacarídeo na parede. Quando a galactanase pura foi incubada in vitro, a enzima liberou 82% da galactose total do galactano solúvel e 63% da galactose total da parede intacta.

Figura 4 Reações envolvidas na mobilização de polissacarídeos de armazenamento dos tremoços. β-(1→4)-D-Galactan é o polímero dominante. É descrito como pontos de ramificação de ramanogalacturanana com algumas α-(1®5)-arabinana perto da extremidade redutora. Uma molécula de β-(1→3),(1→6)-D-galactano também está representado embora ocorra em quantidades menores. Fonte: Buckeridge et al. (2000).

As modificações pós-germinativas na parede das células cotiledonares, como um todo, vão além da mobilização da reserva. O colapso da parede em certas regiões do cotilédone com a formação simultânea de aerênquima após a mobilização do galactano implicam a degradação de componentes de parede primária. Isso sugere que pectinases e talvez celulases possam estar ativas durante o período de formação do aerênquima. As ramificações neutras do ramnogalacturonano regulam, até certo ponto, a expansão e a morfogênese dos cotilédones. Portanto, pode ser apropriado caracterizar o galactano também como uma molécula de múltiplas funções, sendo tanto reserva quanto um importante elemento na modulação da expansão cotiledonar ao longo do desenvolvimento.

            MOBILIZAÇÃO DE LIPÍDEOS

As sementes oleaginosas precisam converter estes triglicerídeos armazenados em uma forma mais móvel de carbono, geralmente sacarose, processo que envolve diversas etapas, as quais são localizadas em diferentes compartimentos celulares: oleossomos (ou corpos lipídicos), glioxissomos, mitocôndrias e citosol.

As etapas desta conversão envolvem: (1) hidrólise de triglicerídeos pelas lipases; (2) utilização do glicerol (3) β oxidação de ácidos graxos; (4) ciclo do glioxilato; (5) o papel mitocondrial e (6) Gliconeogênese (Figura 5).

Figura 5 Vias e processos envolvidos na mobilização de lipídeos de armazenamento em Arabidopsis. O esquema de cor de fundo distingue diferentes localizações subcelulares e/ou as vias da seguinte forma: Amarelo significa a localização citosólica do oleossomo, verde significa um envolvimento direto na β-oxidação no glioxissomo, cinza denota o ciclo glioxilato e azul, mostra gliconeogênese. O triacilglicerol (TAG lipase), açúcar dependente 1 (SDP1), hidrolisa os TAG a ácidos graxos (CC) e glicerol. Glicerol quinase (GK) produz glicerol-3-fosfato (G-3-P), que pode entrar na gliconeogênese. CC são importados diretamente para o glioxissomo através do transportador ABC (CTS). AF são ativados por uma longa cadeia de Acil-CoA sintetase (LACS) e entrar nas reações de β-oxidação: Acil-CoA oxidase (ACX), proteína multifuncional hidratase (MFP / Hidratase) e proteínas multifuncionais desidrogenase (MFP / DH), e 3-ketoacyl-CoA tiolase (KAT). O peróxido de hidrogênio (H2O2) é discriminado na matriz Glioxissoma por catalase (CAT), ou é discriminado como ela passa através da membrana por um ascorbato peroxidase (APX) / monodehydroascorbate redutase (MDAR) sistema de transferência de elétrons. Rompimento de resultados MDAR na inibição da SDP1 devido à fuga de H2O2. Malato desidrogenase glioxissomal (MDH) opera no sentido inverso para converter oxaloacetato (OAA) para malato e dedica-se a regeneração de NAD+ em NADH para a continuidade do funcionamento do β-oxidação. Citrato sintase (JEC) é também essencial para a β-oxidação e desempenha um papel no ciclo glioxilato. Malato sintase (MLS) e isocitrato liase (ICL) são exclusivas para o ciclo glioxilato e localiza-se no glioxissomo. A aconitase (ACO) e reações MDH do ciclo glioxilato são citosólica; MDH opera na direção direta para produzir OAA e NADH. Fosfoenolpiruvato (PEP) carboxicinase (PCK) é o passo importante de controle da gliconeogênese, produzindo PEP da OAA. MDA, monodehydroascorbate; ASC, o ácido ascórbico. Fonte: Graham (2008).

            Hidrólise de triglicerídeos pelas lipases

As lipases são enzimas interfaciais que decompõem mono, di e triacilglicerol e nos ácidos graxos livres e glicerol na interface óleo/água (Figura 5). São tipicamente associadas às membranas e podem ser encontradas nos oleossomos, glioxissomos ou nas frações microssomais de extratos de sementes, dependendo da espécie (Ling et al., 2006; Graham, 2008).

Em sementes de mamonas as lipases estão associadas aos oleossomos no endosperma, seus genes são expressos somente em sementes dormentes antes da germinação (pré-existentes). Em contraste as lipases de tomate e colza são expressas durante a germinação (sintetizadas de novo).

A forma como estas enzimas acessam seu substrato no interior do oleossomo ainda não é bem conhecida. Sabe-se que a mobilização dos lipídeos está associada à hidrólise das oleosinas (proteínas entre 15 e 26 KDa inseridas na membrana dos corpos lipícos) em pontos específicos, e, na maioria das espécies, essa proteólise parcial é importante para a mobilização dos triglicerídeos, pois os corpos lipídicos se tornam mais susceptíveis à hidrólise após a ação de proteases. É possível que a remoção do domínio hidrofílico das oleosinas (voltado para o citosol) seja importante para permitir a ação das lípases, por um lado permitindo o acesso ao seu substrato e, por outro lado, servindo de ponto de ancoragem na superfície do corpo lipídico.

            Utilização do glicerol

A lipólise dos TAG resulta na produção de ácidos graxos e glicerol na proporção de 3:1 (Figura 5). Em plantas, a utilização de glicerol envolve a produção de glicerol-3-fosfato (G-3-P) por uma quinase do glicerol antes da conversão de dihidroxiacetona fosfato (DHAP). A glicerol quinase de Arabidopsis é regulada positivamente durante o crescimento inicial da plântula (pós germinativo). O rompimento deste gene resulta no acumulo de glicerol e aumento da resistência a uma serie de desidratações relacionadas com estresses abióticos, mas não compromete a germinação ou crescimento de mudas (Eastmond, 2004; Graham, 2008).

No entanto, a contribuição de equivalentes de carbono por glicerol que seja significativo tanto para gliconeogênese ou respiração pode ser demonstrada através da produção de um duplo mutante que não tem a capacidade de utilizar o glicerol e também está interrompido no ciclo glioxilato (Eastmond, 2004). Esse duplo mutante não se estabelece. Em mutantes apenas para o ciclo do glioxilato, sob condições de crescimento ótimas esta via não é essencial para o estabelecimento de plântulas, contudo, um papel essencial torna-se evidente apenas quando a intensidade da luz ou a duração é reduzida (Eastmond et al., 2000). Este resultado demonstra que, embora relativamente pequeno, a contribuição de esqueletos de carbono da rota da quinase do glicerol é essencial, na ausência de um ciclo glioxilato funcional, e esta contribuição, juntamente com outras fontes de esqueletos de carbono, por exemplo, a fotossíntese e a quebra de proteínas de armazenamento, são suficientes para compensar a falta de esqueletos de carbono derivados dos ácidos graxos do ciclo de glioxilato (Graham, 2008).

            3- β-oxidação de ácidos graxos

Os ácidos graxos liberados pela lipólise dos TAG devem ser transportados através da membrana única do peroxisomo para ser catabolizado via β-oxidação (Figura 5). Os ácidos graxos livres para entrar no peroxisomo devem ser ativados em uma reação que requer ATP e coenzima A, por uma peroxisomal acil-CoA sintetase. Os ácidos graxos de cadeia longa são ativadas no citosol e transportados como acil-CoA ésteres através da membrana peroxisomal através dos transportadores ABC (Zolman et al., 2001; Footitt et al., 2002; Hayashi et al., 2002; Graham, 2008).

Os ácidos graxos ativados sofrem ataque oxidativo no C-3 ou posição do carbono β, que envolve uma série de etapas enzimáticas conhecidas como β-oxidação. Em cada rodada da β-oxidação, acetil-CoA (C2) é clivada de acil-CoA (Cn) e o restante acil-CoA (Cn-2) é novamente oxidado, até a degradação completa. Esta rota exige as enzimas acil-CoA oxidase (ACX), proteína multifuncional (MFP) e 3-ketoacyl-CoA tiolase (KAT) para catalisar a oxidação, hidratação e desidrogenação, e clivagem tiolítica, respectivamente.

A Acil-CoA oxidase catalisa o primeiro passo da oxidação do acil-CoA para ∆2-trans-enoil-CoA. Essa reação requer adenina flavina (FAD) como co-fator para gerar FADH2, que é então oxidado pelo desidrogenase flavoproteína para produzir peróxido de hidrogênio.

As proteínas multifuncionais desempenham atividades auxiliares necessárias para a β-oxidação de certos ácidos graxos insaturados. Como as enzimas 2-trans-enoil-CoA hidratase, que media a conversão de 2-trans-enoil-CoA em 3-ketoacyl-CoA através de um isômero 3S-hidroxiacil-CoA e L-3-hidroxiacil-CoA desidrogenase, que media a mesma conversão, mas através do isômero 3R-hidroxiacil-CoA.

A enzima 3-ketoacyl-CoA tiolase catalisa o último passo da β-oxidação, que envolve a clivagem tiolítica de 3-ketoacyl-CoA a acil-CoA (Cn-2) e acetil-CoA (C2).

Os principais produtos finais da β-oxidação são H2O2, NADH e acetil-CoA. O H2O2, que é potencialmente prejudicial para as proteínas, lipídios e DNA, é quebrado pela ação da catalase presente na matriz peroxisomal, a oxigênio molecular e água ou é discriminado como ela passa através da membrana pela ascorbato peroxidase (APX) / monodehydroascorbate redutase (MDAR), sistema de transferência de elétrons.

A regeneração do NADH peroxisomal, produzido pela L-3-hidroxiacil-CoA desidrogenase, deve ocorrer no interior da organela, pois a membrana peroxisomal é impermeável à NAD(H). Glioxissomal malato desidrogenase (MDH) opera no sentido inverso para converter oxaloacetato (OAA) a malato e dedica-se a regeneração de NAD+ em NADH para a continuidade do funcionamento da β-oxidação. A citrato sintase também é essencial para a β-oxidação e desempenha um papel no ciclo glioxilato.

 

            4- Ciclo do glioxilato

O acetil-CoA derivado da β-oxidação é metabolizado através do ciclo glioxilato (Figura 5). As enzimas malato sintase (MLS) e isocitrato liase (ICL) são exclusivas para o ciclo glioxilato e localiza-se no glioxissomo. Outras três enzimas citrato sintase (CSY), aconitase (ACO) e MDH, também aparecem no ciclo TCA. ICL, MLS, e CSY estão localizadas em peroxissomos de plantas, enquanto que o ACO MDH e reações enzimáticas necessárias para o ciclo de glioxilato são extraperoxisoma. MLS e CSY tanto acetil-CoA uso como substrato na peroxisome para produzir malato e citrato, respectivamente. Mesmo na ausência da MLS, acetil-CoA pode ainda ser usado para apoiar a gliconeogênese e o crescimento das plântulas, porque o glioxilato produzido pela ICL pode ser utilizado através de parte da via fotorrespiratória.

Os níveis da enzima isocitrato liase nos cotilédones ou no endosperma de sementes germinando tem sido investigado e sabe-se que ela é sintetizada de novo (Eastmond & Graham, 2001).

A função do ciclo do glioxilato é converter duas moléculas de acetil-CoA a succinato. A acetil-CoA produzida por β-oxidação é posteriormente metabolizada no glioxissomo, por meio de uma série de reações que compõem o ciclo do glioxilato. Inicialmente, a acetil-CoA reage com oxaloacetato, gerando citrato, que é, então, transferido ao citoplasma para isomerização a isocitrato. O isocitrato é reimportado para o peroxissomo e convertido a malato por duas reações que são singulares a rota do glioxilato.

  1. primeiro, isocitrato (C6) é clivado pela enzima isocitrato liase para gerar succinato (C4) e glioxilato (C2). Este succinato é exportado às mitocôndrias.
  2. a seguir, a malato sintase combina com uma segunda molécula de acetil-CoA com glioxilato para produzir malato.

O malato é, então, oxidado pela malato desidrogenase a oxaloacetato, que pode se combinar com outra acetil-CoA para continuar o ciclo. O glioxilato produzido mantém o ciclo operando no glioxissomo, mas o succinato é exportado às mitocôndrias para posterior processamento.

            5- O papel mitocondrial

Ao mover-se dos glioxissomos para as mitocôndrias, o succinato é convertido a malato pelas reações normais do ciclo do ácido cítrico. O malato resultante pode ser exportado das mitocôndrias em troca do succinato, por meio do transportador de dicarboxilatos localizados na membrana mitocondrial interna. O malato é, então, oxidado a oxaloacetato pela malato desidrogenase no citosol, enquanto o oxaloacetato resultante é convertido a carboidrato. Essa conversão exige contornar a irreversibilidade da reação da piruvato quinase e é facilitada pela enzima PEP carboxiquinase, que utiliza a capacidade de fosforilação do ATP para converter oxaloacetato a PEP e CO2. A partir do PEP, a gliconeogênese pode ser prosseguir com a produção de glicose (Figura 6). A sacarose é o produto final deste processo e a forma primária de carbono reduzido translocado dos cotilédones aos tecidos em crescimento das plântulas.

Figura 6 Interação oleossomo, glioxissomo, mitocôndria e citosol na gliconeogênese. Os triacilgliceróis presentes nos oleossomos são hidrolisadas por lípases sintetizadas durante a germinação. Os ácidos graxos entram no glioxissomo, são convertidos em ésteres CoA, e metabolizados pela β-oxidação a acetil-CoA. Duas moléculas de acetil-CoA são metabolizadas pelo ciclo do glioxilato, para formar uma molécula de succinato, que sai do glioxissomo e entra na mitocôndria , onde é convertido a malato. No citosol o malato é oxidado e o oxalocetato resultante é convertido em hexoses pela gliconegênese. Fonte: Buchanan et al. (2000).

            6- Gliconeogênese

Quatro compostos de carbono do ciclo glioxilato pode ser convertida em hexose pela gliconeogênese e, posteriormente, utilizado para a biossíntese da parede celular, ou convertidos em sacarose (Figura 5 e 6). Este processo é importante para ambas as espécies oleaginosas, endospérmicas como mamona e espécies não endospérmicas como Arabidopsis, que armazenam a maior parte de suas reservas de óleo no embrião (Eastmond & Graham, 2001).

            CONTROLE DA MOBILIZAÇÃO DE LIPIDEOS

Os genes envolvidos na β-oxidação, ciclo glioxilato e gliconeogênese parecem ser regulados ao nível da transcrição. Em culturas de células e tecidos vegetais maduros de pepino, açúcares desempenham um papel importante na regulação da expressão gênica do ciclo do glioxilato através de uma forma de repressão catabólica de carbono. Contudo, o mecanismo subjacente que controla a expressão de qualquer um desses genes não é compreendido (Graham, 2008).

Uma serie de tratamentos podem diminuir ou bloquear a mobilização de  lipídeos de armazenamento durante o crescimento das plântulas. Por exemplo, dependendo da concentração, açúcares exógenos podem causar diminuição ou bloqueio total na mobilização. O estado de nitrogênio das mudas tem um impacto importante sobre este efeito, sendo que uma redução de nitrato leva ao aumento da repressão de sacarose na mobilização. Assim, a proporção de carbono para nitrogênio, ao invés do status de carboidrato sozinho, desempenha o papel preponderante na regulação da mobilização de armazenamento de lipídeos (Martin et al., 2002).

O ABA atrasa a germinação de sementes de Arabidopsis, mas não inibe completamente a quebra de lipídios ou a expressão dos genes que codificam as enzimas-chave da β-oxidação ou ciclo glioxilato. O efeito do ABA é tecido-específica de sementes de Arabidopsis, a mobilização de reserva no embrião é inibida pela ABA, enquanto a camada de células do tecido do endosperma em torno do embrião mostra pouca ou nenhuma resposta (Pritchard et al., 2002).

            MOBILIZAÇÃO DE PROTEÍNAS

As proteínas de armazenamento são mobilizadas durante a germinação e subseqüentemente durante o crescimento das plântulas para suprir as necessidades de aminoácidos requeridos para o seu crescimento. O início da mobilização das proteínas de armazenamento indica que foram superados seus mecanismos de proteção contra a degradação durante o inicio e o meio da maturação das sementes. Esta mobilização tem sido investigada predominantemente em sementes de plantas cultivadas tais como algumas leguminosas, nabo, girassol e cereais o qual, durante a domesticação sofreram seleções para aumentar a acumulação de proteínas nos tecidos de armazenamento dos cotilédones, em sementes de dicotiledôneas, ou no endosperma de grãos de cereais. Nestes tecidos, a mobilização das proteínas de armazenamento só se torna mensurável depois que a protrusão radicular tiver ocorrido e a germinação acabada.

As proteínas de armazenamento não são acumuladas e mobilizadas somente nos tecidos de armazenamento, mas também no eixo embrionário (Tiedemann et al., 2000). A mobilização nos tecidos de armazenamento não se inicia em todas as regiões simultaneamente (Smith, 1981). Durante a germinação pequenas quantidades de proteínas armazenadas são quebradas em limitadas regiões. A hidrólise das proteínas de reserva aos seus aminoácidos constituintes é realizada por proteases classificadas de acordo com sua atividade hidrolítica (Buckeridge et al., 2004).

Em sementes de cereais, o endosperma é o principal local de acúmulo de proteínas, e a síntese de proteases ocorre principalmente na camada de aleurona. Os aminoácidos resultantes da hidrólise são convertidos a amidas (glutamina e asparagina) e então transportados para o eixo em crescimento. Em sementes de dicotiledôneas, os cotilédones são os principais órgãos de reserva, e a hidrólise enzimática das proteínas inicia-se nos corpos protéicos como indicado na Figura 7 (Buckeridge et al., 2004).

Figura 7 Generalização da via de mobilização de proteínas de reserva nos corpos protéicos em sementes de dicotiledôneas. A proteína é atacada pelas proteases A, B (endopeptidases) e C (carboxipeptidases) para produzir polipeptídeos menores e mais solúveis e aminoácidos que são transportados para o citoplasma. Oligopeptídeos no citoplasma são atacados por aminopeptidases (Am) e peptidases (Ps) produzindo aminiácidos que são convertidos a amidas (glutamina e asparagina), sendo transportadas para o eixo em crescimento. Adaptada de Bewley (2001).

Proteases são enzimas que hidrolisam ligações peptídicas em proteínas sendo divididas segundo a forma de ataque da cadeia polipeptídica. São enzimas da classe 3, as hidrolases, e subclasse 3.4, as peptídeo-hidrolases. Estas enzimas constituem uma grande família, dividida em endopeptidases ou proteinases e exopeptidases ou peptidases, de acordo com a posição da ligação peptídica a ser clivada na cadeia peptídica. As endopeptidases podem ainda, ser subdivididas de acordo com o grupo reativo no sítio ativo envolvido com a catálise em serina-, cisteína-, aspártico-proteinases ou endopeptidases e metalloproteinases ou metalloendopeptidases.

Ocorre síntese de precursores inativos de proteases no retículo endoplasmático rugoso donde são transportados pelo sistema de endomembranas para o corpo protéico, havendo ativação de proteases específicas e iniciando assim a degradação das proteínas armazenadas (Müntz, 1996). Uma protease só pode ser considerada como responsável pela hidrólise de proteínas de armazenamento se ela e seu substrato (proteína) estiverem juntas no corpo protéico e que haja um pH que permita atividade proteolítica (He et al., 2007).

As endopeptidases atuam preferencialmente nas regiões internas da cadeia polipeptídica, entre as regiões N e C terminal. A presença de grupos a-amino ou a-carboxila tem um efeito negativo na atividade da enzima. Por outro lado, as exopeptidases, atuam somente nos finais das cadeias polipeptídicas na região N ou C terminal. Sendo dividas em aminopeptidases – aquelas que atuam na região amino terminal livre liberando um único resíduo de aminoácido, encontradas no citoplasma das células dos tecidos de armazenamento ou carboxipeptidases – que atuam na região carboxi terminal livre liberando um único aminoácido, são as únicas exopeptidases encontradas no corpo protéico.

Alguns trabalhos relatam que endo e exopeptidases estão presentes nos corpos protéicos das sementes secas de muitas plantas. Assim como há relatos de que a mobilização de proteínas é realizada por endopeptidases sintetizadas de novo. Isso ocorre em cereais onde as proteinases são sintetizadas de novo nas células da aleurona do endosperma e, então, secretadas para dentro do endosperma amiláceo (Müntz et al., 2001).

As proteínas, também são acumuladas e mobilizadas nas extremidades da radícula e parte aérea. Não se sabe se a mobilização dessas proteínas é mediada pela síntese de novo ou por proteinases estocadas (Bewley, 1997).

Em sementes de ervilhaca (Vicia sativa L.) as cisteína-proteinases (CPRs), subgrupo de endopeptidases, são responsáveis pela mobilização de globulina de armazenamento (Schlereth et al., 2001). Schlereth et al., 2000 analisaram seis membros de duas famílias de CPRs a CPR1, CPR2, proteinase A, e CPR4 que pertence à família das papaína-CPRs, e VsPB2 e proteinase B da família das legumina-CPRs. Constataram que todos os seis membros estavam presentes nos cotilédones, porém somente cinco foram encontrados no eixo embrionário, com exceção a proteinase A. Considerando que CPR1, CPR2, CPR4, VsPB2, e proteinase B estão localizadas no corpo protéico, a proteinase A não foi encontrada nesta organela. A CPR2, CPR4 e VsPB2 estão presentes no eixo embrionário e nos cotilédones de sementes em desenvolvimento do meio ao final da maturação. Durante a germinação além das já presentes, CPR2, CPR4 e VsPB2 começa a aparecer a CPR1 no eixo embrionário e também no cotilédone. Nesta fase também no cotilédone começa a haver uma substituição da VsPB2 pela proteína B, fato este que ocorre no eixo embrionário apenas no período pós-germinativo. No período pós-germinativo a CPR4 VsPB2 desaparecem, e ao mesmo tempo aumenta a atividade da PCR1 e 2 e ainda começa a aparecer à proteinase A, porém apenas no cotilédone.

            MOBILIZAÇÃO DE FITATOS

A hidrólise do ácido fítico é realizada pela enzima fitase, uma fosfomonoesterase específica, que hidroliza um fósforo de cada vez (Figura 8). A fitase catalisa a hidrólise do acido fítico formando inositol e seis grupamentos fosfatos (Pi), liberando um fosfato de cada vez. Durante a germinação da semente, o teor de ácido fítico diminui grandemente e o teor de fosfato inorgânico e mioinositol não se acumulam, tendo em vista que estes são rapidamente metabolizados (Buckeridge et al., 2004).

Figura 8 Representação esquemática da hidrólise do ácido fítico, realizada pela fitase.

As fitases são preexistentes, sendo ativadas rapidamente durante a embebição, mas ainda há controvérsias se não são sintetizadas de novo (Ribeiro et al., 1999; Agostini & Ida, 2006).

A atividade da fitase é controlada pelo nível de fosfato inorgânico presente, que pode ter dois modos de ação: inibição da atividade da fitase e provocar a repressão da síntese de novas moléculas de fitase (atuando ao nível de RNA impedindo sua transcrição).

        REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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